International Journal of Molecular Medicine

Introduction

La peau sert de barrière physique et chimique entre le corps intérieur et l’environnement extérieur, qui se compose d’un derme sous-jacent d’origine mésodermique et d’un épiderme superposé d’origine ectodermique. Bien que ces deux couches remplissent des fonctions différentes, elles communiquent de différentes manières et à différents niveaux. La fonction barrière vitale de la peau est principalement assurée par son épiderme stratifié supérieur, composé de kératinocytes suprabasaux basaux et différenciés en prolifération (1). Pour compléter ces fonctions, les cellules souches de la couche basale sont capables de s’auto-renouveler tout au long de la vie et elles produisent des cellules filles qui subissent une différenciation (2). Ainsi, l’équilibre entre la prolifération et la différenciation des kératinocytes basaux est essentiel pour l’intégrité épidermique, et il assure l’apparition du renouvellement du tissu nécessaire pour compléter les fonctions physiologiques normales. En plus de maintenir l’homéostasie tissulaire, les cellules souches résidant dans l’épiderme et les follicules pileux participent également à la réparation de l’épiderme suite à une lésion (3,4). Dans la peau, différentes phases de cicatrisation évoluent dans des interactions dynamiques entre les cellules épidermiques, les cellules dermiques et les cellules dérivées de la moelle osseuse. Les kératinocytes représentent la « première ligne de défense » du corps contre l’environnement extérieur. Par conséquent, ils sont les premiers intervenants en cas de blessure. Avec la libération de cytokines inflammatoires et la contraction des fibres collagènes, les kératinocytes épidermiques basaux sont activés et migrent dans la zone de la plaie, où ils prolifèrent et se différencient jusqu’à renouvellement du contenu cellulaire du tissu (5). Un certain nombre d’observations ont suggéré que l’épiderme a un effet sur la pathologie des cicatrices cutanées (6,7). Chez les patients brûlés, les cicatrices hypertrophiques surviennent plus fréquemment lorsque les plaies guérissent par intention secondaire, alors qu’une greffe de peau précoce semble supprimer la formation de cicatrices (8). Funayama et aldémontraient que les fibroblastes dérivés des chéloïdes co-cultivés avec des kératinocytes dérivés des kéloïdes étaient significativement plus proliférants et résistants à l’apoptose que ceux co-cultivés avec des kératinocytes dérivés de la peau normaux (9). Dans un système de co-culture similaire, il a été constaté que les kératinocytes dérivés des chéloïdes favorisaient une production accrue de collagène, ainsi qu’une prolifération accrue de fibroblastes normaux (10). En particulier, il a été démontré que les kératinocytes dérivés de chéloïdes présentent l’expression accrue d’un ensemble de gènes d’histones essentiels à la réplication de l’ADN en comparaison avec les niveaux d’expression dans les cellules normales, et les kératinocytes de l’épiderme des cicatrices hypertrophiques sont entrés dans une voie de différenciation alternative et expriment un phénotype proliférant (11,12). Ces résultats suggèrent que l’équilibre entre la prolifération et la différenciation des kératinocytes est déréglé dans les tissus cicatriciels, et que les anomalies fondamentales des kératinocytes peuvent jouer un rôle plus important dans la régénération de la peau et sa pathogenèse que précédemment estimé.

Dans la présente étude, des tissus cicatriciels normaux, de bord de plaie et hypertrophiques ont été obtenus et analysés à l’aide de méthodes histologiques et d’immunofluorescence pour étudier les différences de morphologie, ainsi que les profils d’expression de la kératine pendant la régénération épidermique. Nos résultats ont indiqué qu’il y avait une variation des profils d’expression de la kératine dans les kératinocytes épidermiques à partir des cicatrices normales, du bord de la plaie et des cicatrices hypertrophiques, ce qui correspondait à des anomalies de la structure de la membrane basale (BM). En utilisant un panel d’anticorps dirigés contre des composants du BMC, nous avons validé notre hypothèse et déterminé que le BMC était un régulateur positif du recrutement de cellules de type précurseur dans la couche basale de l’épiderme. Nos données indiquent que les altérations dans la structure de la BM favorisent la kératinocytose basale pour adopter un phénotype prolifératif à la fois in vivo et invitro.

Matériaux et méthodes

Échantillons de tissus

Tissu cicatriciel hypertrophique (4 femmes et 3 hommes; âge de 18 à 40 ans) et tissu de bord de plaie (3 femmes et 5 hommes; tranche d’âge, 18 à 40 ans) des échantillons ont été obtenus auprès de patients qui avaient subi une chirurgie de brûlure reconstructive antérieure. Un tissu cutané normal (4femmes et 3 hommes; tranche d’âge, 18-40 ans) adjacent à la scarexcision pendant la chirurgie a été utilisé comme témoin. Des prépuces ont également été prélevés sur des mâles subissant une circoncision (10 mâles; tranche d’âge, 18-20 ans). La présente étude a été approuvée par le Comité d’éthique du Chinese PLA General Hospital (Beijing, Chine), et un consentement éclairé écrit a été obtenu de toutes les personnes avant de prélever les échantillons.

Coloration par immunofluorescence

Tissus normaux de la peau, du bord de la plaie et de la cicatrice hypertrophique des échantillons ont été fixés dans du formol tamponné à 10%, déshydratés à travers des solutions d’éthanol avec une concentration accrue successivement et finalement incorporés dans de la paraffine, respectivement. Des tissus enrobés de paraffine ont été découpés en sections de 4 µm d’épaisseur pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E), au trichrome de Masson et à l’argent méthénamine (tous provenant du pont d’or de Zhongshan, à Beijing, en Chine). Les images ont été capturées à l’aide d’un microscope optique (BX53; Olympus, Tokyo, Japon). Pour effectuer une coloration par immunofluorescence, les sections ont été fixées dans du paraformaldéhyde à 4% pendant 30 min, puis perméabilisées dans du Triton X-100 à 0,2% (T8787; Sigma-Aldrich, St.Louis, MO, USA) dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 10 min. Les coupes ont été incubées avec des corps anti primaires à 4°C pendant une nuit, puis avec des anticorps secondaires pendant 2 h à température ambiante. Les anti-corps primaires suivants ont été utilisés: anti-cytokératine humaine de souris (CK) 10 (1: 200, ab111447) et anti-humain de lapin CK14 (1: 200, ab7800) (tous deux d’Abcam, Cambridge, MA, États-Unis), anti-humain de lapin CK5 (1: 200, ZA-0518; Zhongshan Goldenbridge, Beijing, Chine), anti-humain de souris CK19 (1: 200, ZA-0518). ab53119; Abcam), intégrine anti-humaine rabbit-β1 (1:200, PB0063; Boster, Wuhan, Chine); intégrine anti-humaine mouseanti-β4 (1:200, ab128068; Abcam), anti-humaine de souris laminine (1:200, ZM-0181; Zhongshan Goldenbridge), anti-humanlaminin-5 de lapin (1: 200, ab14509; Abcam) et collagène anti-humain de souris IV (1: 200, ZM-0081; Zhongshan Goldenbridge). Les anticorps secondaires suivants ont été utilisés: Anti-souris conjugué Alexa-Fluor 488 (1:200, ab150117) et anti-lapin conjugué Alexa-Fluor 594 (1: 200, ab150080) (tous deux d’Abcam). Les noyaux ont été colorés avec du DAPI (H-1200; Vector Laboratories, Burlingame, CA, USA).Des images d’immunofluorescence ont été capturées à l’aide d’un microscope à balayage laser confocal (SP8; Leica, Solms, Allemagne).

Culture et traitement cellulaires

Les kératinocytes épidermiques humains primaires (HEK) ont été isolés des prépuces mâles comme décrit précédemment (13), avec des modifications mineures. Les cellules de kératinocytes humanimmortalisés (HaCaT) ont été achetées auprès de l’infrastructure chinoise de Cell Line Resources (3111C0001CCC000373; Beijing, Chine). Les cellules HEKs et HaCaT ont été incubées dans le milieu EpiLife (M-EPI-500-CA; Invitrogen Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) additionnées de 0,06 mm de Ca2+, 1% de supplément de croissance défini par EpiLife (S-001-5; Invitrogen LifeTechnologies), et 1% de pénicilline/ streptomycine (P1400; Solarbio, Beijing, Chine). Pour étudier les rôles du BM dans la régulation du comportement des kératinocytes in vitro, les cellules HEKs et HaCaT ont été plaquées dans des boîtes de 60 mm recouvertes de Maxgel ECM (E0282) et de collagène de type IV (C7521) (tous deux de Sigma-Aldrich), respectivement.Pour le traitement au Ca2+, les cellules ont été incubées dans de l’EpiLifemedium additionné de 1,5 mM de Ca2+ pendant 0, 12 et 24 h.L’ECM MaxGel contient des composants de la matrice extracellulaire humaine (ECM), notamment des collagènes, de la laminine, de la fibronectine, de la ténascine et de l’élastine, ainsi qu’un certain nombre de protéoglycanes et de glycosaminoglycanes. Les cellules non traitées avec du Ca2+ ont été utilisées comme témoins.

Transcription inverse – PCR quantitative (temps réel) (RT-qPCR)

L’ARN total a été isolé à partir des cellules après avoir été soumis aux différents traitements à l’aide du réactif TRIzol (15596-026; Invitrogen, Carlsbad, CA, USA), puis l’ADNc a été synthétisé à l’aide de la transcriptase inverse Gocript (A5001; Promega, Madison, WI, USA) selon les instructions du fabricant. Les séquences initiales utilisées pour l’amplification génique sont énumérées dans le tableau I. Les réactions qPCR ont été effectuées avec GoTaq qPCR Master Mix (A6001; Promega) à l’aide d’un système et d’un logiciel de PCR en temps réel ABI 7500 (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA). Le protocole réactionnel comprenait les cycles suivants: 95 ° C pendant 15 sec, 55 ° C pendant 30 sec et 72 ° C pendant 30 sec pour 40 cycles d’amplification par PCR.

Analyse de Western blot

La protéine totale a été isolée des cellules et 20µg de protéine ont été dissous dans du tampon soluble dans le substrat. Les protéines ont ensuite été séparées par des membranes SDS-PAGE et ontopolyvinylidène difluorure (PVDF) transférées (IPFL00010; Millipore, Billerica, MA, USA). Après blocage, les blots ont été sondés avec les anticorps primaires pendant une nuit à 4 ° C. Les anticorps utilisés pour l’analyse des blots occidentaux comprenaient CK10 (1:1000, ab111447), CK14 (1:500, ab7800), CK19 (1:500, ab53119), intégrine-β4 (1:500, ab128068) et anticorps anti-β-actine humaine de souris (1:5000, ab6276) (tous d’Abcam). Après lavage, les membranes ont été incubées avecanticorps secondaires, qui étaient des IgG de chèvre anti-lapin et de chèvre anti-souris conjuguées à la peroxydase de raifort (sc-2004,1: 1000; sc-2005, 1: 1000; Santa Cruz Biotechnology, Santa Cruz, CA, USA). Des bandes immunoréactives ont été détectées par le kit de hémiluminescence améliorée (ECL) (PE-0010-100; Solarbio, Beijing, Chine) et imagées à l’aide du système ImageQuant LAS 4000 (GE HealthcareBio-Sciences, Pittsburgh, États-Unis).

Analyse statistique

Toutes les expériences ont été répétées au moins 3 fois, sauf indication contraire. Les données sont présentées sous la forme de la moyenne ± écart type (SD). L’analyse statistique a été réalisée à l’aide du logiciel SPSS 20.0. La comparaison des données a été effectuée à l’aide du test t de l’étudiant indépendant et de l’ANOVA unidirectionnelle suivie du test LSD. Une valeur P < 0,05 a été considérée comme indiquant une différence statistiquement significative.

Résultats

Différences morphologiques dans les tissus cicatriciels normaux, du bord de la plaie et hypertrophiques

La réparation des plaies cutanées est un processus de remodelage précis, qui est divisé classiquement en quatre phases qui se chevauchent et implique l’interaction de nombreux tissus et lignées cellulaires différents (5). Dans les plaies chroniques, cependant, le processus de guérison normal est interrompu, ce qui résultedans un cycle pathologique d’inflammation et de libération de protéase menant au développement d’une cicatrice pathologique. Dans cette étude, pour évaluer les modifications morphologiques survenant dans l’épiderme régénérant pendant la cicatrisation des plaies cutanées, des échantillons de tissus cicatriciels normaux, de bords de blessure et hypertrophiques ont été obtenus afin de réaliser la routine H& E et la coloration trichrome de Masson. Dans les échantillons de peau normaux, la structure histologique de la peau étaitvisible, montrant des couches de l’épiderme et du derme. L’épiderme contient 4 à 5 couches, dans lesquelles les kératinocytes se différencient et mûrissent progressivement en cellules épineuses, cellules granulaires et cellules cornifiées lors de leur passage vers l’extérieur (Fig. 1 BIS). De plus, dans la derme sous-jacente, les fibroblastes constituaient un tissu conjonctif lâche, riche en fibres collagènes parallèles (Fig.1D). Dans les tissus autour du bord de la plaie, cependant, l’épiderme proliférait; il était composé de multiples couches de kératinocytes de morphologie distincte et présentait une épaisseur visiblement accrue (Fig. 1B et E). L’épiderme et le derme sont imbriqués à travers des projections en forme de doigts (appelées crêtes de rete), ce qui augmente la surface de contact entre l’épiderme et le derme. Dans les tissus normaux et les tissus de bordure, les kératinocytes basaux étaient disposés comme une couche unique de cellules cuboïdales ou à colonne basse, qui se connectaient aux couches de cellules épineuses ci-dessus (Fig.1A et B). La structure histologique de la cicatrice hypertrophique différait de celle du tissu cutané normal par un apport sanguin riche et une épaisse couche épidermique (Fig. 1C et F). Le derme a été composé en grande partie de tissu conjonctif dense et désorganisé qui comprend des fibres collagènes de forme irrégulière et un diamètre plus grand (Fig. 1F). Pour clarifier davantage les différences de structure histologique entre les tissus cicatriciels normaux, du bord de la plaie et hypertrophiques, une coloration à l’argent à la méthénamine a été réalisée pour évaluer la formation de la MB, ce qui a indiqué que la structure de la MB était détectable dans les sections des tissus normaux et du bord de la plaie (Fig. 1G et H). Dans les tissus cicatriciels, cependant, la coloration BM était absente (Fig.1I).

Différences dans l’expression des marqueurs cellulaires dans les kératinocytes épidermiques des tissus cicatriciels normaux, du bord de la plaie et de la cicatrice hypertrophique

Compte tenu des différences morphologiques observées dans les tissus cicatriciels normaux, du bord de la plaie et hypertrophiques, nous avons examiné si les kératinocytes basaux présentaient un comportement cellulaire différent pendant la formation de la cicatrice. Initialement, nous avons effectué une coloration par immunofluorescence pour détecter l’expression de CK10, CK14, CK5, CK19 et de l’intégrine-β1 dans les sections des tissus normaux, du bord de la plaie et de la peau. Des études antérieures ont vérifié que CK10 est un marqueur des kératinocytes différenciés, que CK14 et CK5 sont des marqueurs des kératinocytes basaux ou des TA en prolifération, et que CK19 est un marqueur putatif des cellules progénitrices épidermiques ou des cellules souches de la peau (14-17). On pense également que l’intégrine-β1 est un marqueur des cellules précurseurs de la peau (18,19). Nos résultats ont indiqué que CK10 était exprimé dans la couche externe de l’épiderme dans les tissus normaux et bordés (Fig. 2A etb), et dans les cellules suprabasales de différenciation terminale de l’épiderme du tissu cicatriciel hypertrophique (Fig. 2C). CK14 a été exprimé dans les couches basales et suprabasales de l’épiderme stratifié de tous les trois tissus (Fig. 2D-F), et il y avait une distribution étendue de CK14 dans l’épiderme multicouche du tissu cicatriciel (Fig.2F). Le schéma de distribution de CK5 était similaire à celui deCK14 (Fig. 2G-I), qui indiqueun nombre accru de cellules proliférantes dans l’épiderme hyperprolifératif. L’intégrine-β1 et le CK19 ont été exprimés dans la couche basale de l’épiderme normal (Fig. 2J et M) et dans les couches basales etsupra-basales de l’épiderme du bord de la plaie (Fig. 2K et N), mais n’étaient pas détectables dans l’épiderme des tissus cicatriciels hypertrophiques (Fig. 2L et O). Collectivement, ces observations indiquent que le profil d’expression de la kératine des kératinocytes basaux différait entre le bord normal de la plaie et les tissus cicatriciels hypertrophiques. Bien que moins de cellules exprimant le CK19 aient été détectées dans les couches basales et suprabasales du tissu cicatriciel hypertrophique (Fig.2P), un phénotype prolifératif a été révélé en raison de l’expression accrue de CK14 et CK5 dans l’épiderme multicouche.

La structure altérée de la MB contribue au profil d’expression différentielle de la kératine dans les kératinocytes épidermiques in vivo

En tant que composant clé de la niche des cellules souches, l’ECM non seulement ancre les cellules souches mais dirige également leur destin (20). Comme mentionné ci-dessus, la structure histologique de la MB semblait absente des échantillons de tissu cicatriciel hypertrophique. Compte tenu des différences dans les profils d’expression de la kératine dans la couche basale de l’épiderme cicatriciel normal, de plaie et hypertrophique, nous avons ensuite émis l’hypothèse que les anomalies structurales de la MB jouent un rôle dans la régulation de la décision du destin cellulaire des kératinocytes basaux lors de la cicatrisation. Pour évaluer cette hypothèse, une coloration par immunofluorescence a été réalisée pour visualiser les composants du BM dans les échantillons de tissu cicatriciel normal, de bord de la plaie et de tissu cicatriciel hypertrophique. Nos résultats ont révélé que l’expression du collagène IV a été détectée dans la zone BM dans les deux normales (Fig. 3A) et le bord enroulé (Fig. 3B) tissus. Cependant, la formation de structures de type BM avec une absence d’expression IV de collagène a été observée dans l’épiderme des cicatrices hypertrophiques (Fig. 3C). Bien que l’expression de la laminine ait été détectée dans les trois types de tissus (Fig. 3D-F), la double labellationde la laminine-5 et de son récepteur intégrine-β4 ont en outre vérifié notre observation que la structure de la MB était altérée dans l’épiderme des tissus cicatriciels hypertrophiques; coloration négative de la laminine-5 et de l’intégrine-β4 (Fig.3I et 4G-I) a été observé commepar rapport à celui de la normale (Fig. 3G et 4A–C) et les tissus du bord de la plaie (Fig. 3H et 4J-F). Compte tenu de ces résultats, il est probable que le BM normal ait contribué au recrutement de cellules exprimant l’intégrine-β1 et le CK19 dans la couche basale de l’épiderme normal et du bord ondulé. Cependant, des anomalies de la structure de la MB ont incité les kératinocytes basaux à se différencier et à adopter un phénotype aprolifératif au cours de la pathogenèse de la cicatrice.

Une structure BM altérée favorise l’adoption par les kératinocytes épidermiques d’un phénotype prolifératif in vitro

Le support mécanique fourni par le BM est déterminé principalement par son échafaudage de collagène de type IV (21), dans lequel les réseaux de laminines et les oligomères perlécaniques sont intégrés par les nidogènes de réticulation pour assembler finalement le complexe BM en forme de feuille (22). Pour clarifier davantage les rôles de la MB dans la régulation du comportement des kératinocytes épidermiques, nous avons utilisé la MCE dérivée de l’extrait de BM humain pour enduire les plats de culture afin de contrôler le modèle d’adhésion de la matrice cellulaire. Comme le montre inFig. 5, L’administration de la mecresultée dans la régulation à la hausse de l’expression de l’intégrine-β4 dans les HEKs (Fig. 5A) et le HaCaT (Fig. 5B) les cellules, qui étaient présentes sur la membrane plasmique et sur les sites de fixation de la matrice cellulaire. Nous avons également procédé à une analyse western blot pour examiner les taux de protéines de l’intégrine-β4 dans les lignées cellulaires épidermiques avec ou sans revêtement ECM. Nos données démontrent que des niveaux plus élevés d’intégrine-ß4 étaient détectables dans les groupes traités par ECM que dans les groupes témoins, ce qui a confirmé les résultats de l’immunocoloration fluorescente (Fig. 5C). De plus, les cellules HEKs et Hacat ont été commutées sur un milieu contenant 1,5 mMCa2+ pendant les périodes de temps indiquées pour générer des cellules épidermiques différenciantes comme décrit précédemment (23,24). Après le traitement au Ca2+, les altérations morphologiques des deux HEKs (Fig. 6A) et des cellules HaCaT (Fig. 6B) ont été observés sous un microscope à lumière, qui incluait l’élargissement et l’aplatissement des cellules. Ca2+ a induit l’expression de CK10 (Fig. 5D, G et J, et 6C et D) et CK14 (Fig. 5E, H et J, et 6C et D) d’une manière dépendante du temps des lignées cellulaires inépidermiques au niveau de l’ARNm à la fois (Fig. 5D, E, G et H, et 6C et D) et la protéine (Fig. 5J), les pics d’expression de CK10 et CK14 étant observés 24 h après le début du traitement de 1,5 mMCa2+ dans les HEKs (Fig. 5D, E et J et 6C) et les cellules HaCaT (Fig. 5G, H et J et 6D). Après le traitement par Ca2+, l’expression de CK19 a été régulée à la baisse dans les HEKs, atteignant son niveau le plus faible 24 h après le début du traitement par Ca2+ (Fig. 5F et J et 6C). Des résultats similaires ont été observés dans les cellules Hacat (Fig. 5I et J et 6D). Cependant, le traitement par ECM a réduit les réponses différenciantes des kératinocytes associés à l’administration de Ca2+ dans les cellules HEKs et HaCaT, et a amélioré l’expression de CK19 à 12 h et 24 h après le traitement par Ca2+ (Fig. 5 F, I et J). Pour déterminer davantage le rôle potentiel de la BM dans la régulation du comportement des kératinocytes épidermiques, le collagène de type IV a été utilisé pour former une structure de type BM in vitro. Le traitement IV au collagène a contribué à l’expression de CK19 et a réduit l’expression de CK10 et de CK14 au niveau de l’ARNm et des protéines dans les deux HEKs (Fig. 7A-C et G) et les cellules Hacat (Fig. 7D-F et G). Ces résultats ont en outre validé nos résultats in vivo selon lesquels le BM semble être un régulateur positif du recrutement de cellules de type récupérateur dans la couche basale de l’épiderme.Les altérations de la structure de la MB ont favorisé le développement d’un phénotype aprolifératif dans les kératinocytes basaux, comme l’indique l’expression améliorée des marqueurs associés à la prolifération cellulaire, par exemple CK14 et CK5.

Discussion

Dans la présente étude, nous avons d’abord étudié les changements morphologiques qui se produisent lors de la régénération épidermique en tant que partie du processus de cicatrisation de la plaie. Nos données ont démontré que la structure histologique des tissus cicatriciels hypertrophiques différait de celle des tissus cutanés normaux, avec une augmentation significative de l’épaisseur épidermique entre la couche basale et la couche cornée observée. Notamment, la coloration du BM semblait être absente du tissu cicatriciel. De plus, la coloration par immunofluorescence pour CK10, CK14, CK5, CK19 et l’intégrine-β1 a indiqué que l’expression différentielle des marqueurs kératinocytaires basaux différait parmi les échantillons de tissus cicatriciels normaux, de bord de plaie et hypertrophiques, et de plus, l’épiderme du tissu cicatriciel hypertrophique présentait un phénotype prolifératif en commutant l’expression de l’intégrine-β1 et de CK19 en CK14 et CK5, marqueurs de la prolifération cellulaire, dans le épiderme multicouche. Compte tenu de ces résultats, nous avons donc émis l’hypothèse que le BM joue un rôle dans la régulation de la décision du destin cellulaire des kératinocytes épidermiques pendant la plaie healing.By en utilisant un panel d’anticorps associés à des composants BM, nous avons validé notre hypothèse selon laquelle la structure du BM était altérée dans les tissus cicatriciels hypertrophiques. Nos résultats ont indiqué que le bmcontribué au recrutement de cellules exprimant le CK19 dans la couche basale de l’épiderme normal et du bord de la plaie, alors que des anomalies dans la structure du BM ont induit les kératinocytes basaux à se différencier et à adopter un phénotype prolifératif lors de la pathogenèse cicatricielle. En utilisant l’ECM et le collagène IV pour imiter la structure de la MB in vitro, nous avons confirmé nos observations invivo et montré que la MB réduisait les réponses différenciantes des kératinocytes induites par l’administration de CA2+ dans les lignées cellulaires épidermiques et améliorait l’expression de CK19, un marqueur putatif des cellules progénitrices de l’épiderme.

La MB joue un rôle fondamental dans la différenciation, la prolifération, la survie et la migration des cellules pendant le développement embryonnaire. Dans la peau, le BM physiquementsépare l’épiderme du derme sous-jacent. Les kératinocytes basaux de l’épiderme se fixent au BM sous-jacent par le biais d’intégrines, qui se lient à certains composants du BM, tels que le collagène, la laminine et la fibronectine (25).Ainsi, le BM sert non seulement de barrière sélective et de barrière structurale, mais fournit également une interface de communication entre les fibroblastes dermiques et les kératinocytes épidermiques (2,26).Le BM se lie également à un certain nombre de cytokines et de facteurs de croissance, servant de réservoir pour leur libération contrôlée, qui régule les interactions kératinocytes-fibroblastes pour favoriser le développement de la peau, ainsi que la cicatrisation des plaies (27,28). Des études antérieures sur la formation de cicatrice se sont principalement concentrées sur les fibroblastes et on sait peu de choses sur la thérole des kératinocytes épidermiques sus-jacents (29,30). Il est de plus en plus prouvé que les kératinocytes peuvent jouer un rôle important dans le développement de la fibrose pathologique par la régulation paracrine du fonctionnement des fibroblastes (6,9,10). Il a également été montré que les kératinocytes dérivés de tissus cicatriciels différaient des kératinocytes normaux en présentant des profils d’expression génétique différentiels (12). Les mécanismes responsables des anomalies fondamentales des kératinocytes lors de la cicatrisation chéloïde et hypertrophique restent insaisissables. Nos données ont indiqué un lien potentiel entre le remodelage de la MB et le maintien de la fonction kératinocytaire lors de la réparation et de la régénération de la plaie. Il est bien connu que les molécules d’adhésion, telles que les intégrines et la E- et la N-cadhérine, ancrent les cellules souches à l’ECM (22). À la lumière de nos observations, il apparaît que la MB peut représenter une partie des composants clés pour le recrutement de cellules progénitrices épidermiques dans la couche basale de l’épiderme cutané. Nos résultats indiquent que le fonctionnement anormal de la MB réduit l’attachement des cellules progénitrices basales à leur microenvironnement environnant et les incite à adopter un phénotype prolifératif, ce qui peut expliquer la pathogenèse de la cicatrisation (Fig.8).

Remerciements

Cette étude a été soutenue en partie par des subventions du Programme Novel de Beijing (nos. 2008B53 et 2009A38) et de la Fondation Nationale des sciences naturelles de Chine (nos.30901564,81101883, 81372067, 81121004 et 81230041) et du National BasicScience and Development Programme (Programme 973, 2012CB518105).

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